Проблемы Эволюции

Проблемы Эволюции

Бактерии рода Wolbachia -репродуктивные паразиты членистоногих

Горячева Р?. Р?.

Успехи современной биологии, 2004, том 124, № 3, с. 246-259. Другую литературу и ссылки по вольбахии см. в нашем специальном обзоре.

 

©2004г. И.И.Горячева

БАКТЕРИИ РОДА Wolbachia -РЕПРОДУКТИВНЫЕ ПАРАЗИТЫ ЧЛЕНИСТОНОГИХ

УСПЕХИ СОВРЕМЕННОЙ БИОЛОГИИ,

2004, том 124, № 3, с. 246-259

УДК 576.6:579.881

Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Москва

 

Рассмотрена внутриклеточная симбиотическая альфа-протеобактерия Wolbachia pipientis, вызывающая у членистоногих цитоплазматическую несовместимость, феминизацию, партеногенез и андроцид.

 

Исследование коэволюции паразитов и их хозяев - актуальная проблема современной биологической науки, важная для формирования правильных представлений о путях и основных направлениях развития органического мира и охватывающая исследование эффектов внутриклеточных симбионтов и паразитов, влияющих на репродукцию животных. Особенно интенсивно исследуются членистоногие, у которых описаны различные отклонения от нормального полового размножения, детерминированные про- и эукариотическими микроорганизмами. Среди симбионтов-прокариот наибольшее внимание привлекает бактерия рода Wolbachia, вызывающая все четыре известных на сегодняшний день модификации полового размножения, возникающие под влиянием микроорганизмов (цитоплазматическую несовместимость, феминизацию, партеногенез и андроцид). Именно вольбахия, манипулирующая размножением хозяина, в наибольшей степени оправдывает нередко употребляемое название "репродуктивный паразит".

Об этой внутриклеточной бактерии впервые сообщили в 1924 году Хертиг и Вольбах [25] как о новой риккетсии, найденной в яичниках комаров Culex pipiens. В 1936 г. Хертиг назвал риккетсию Wolbachia в честь своего коллеги Вольбаха. В 1971 году Йенсен и Барр обнаружили, что Wolbachia вызывает несовместимость в скрещиваниях между инфицированными самцами и неинфицированными самками Culex pipiens [120]. Эти же авторы предложили современное видовое название микроорганизма - Wolbachia pipientis. Интерес к бактерии необычайно возрос, когда стало понятно, что ее эффекты не ограничены несовместимостью, как единственной модификацией репродукции, и комарами, как единственными хозяевами. Особенно быстро сведения о Wolbachia пополнились после освоения метода полимеразной цепной реакции (ПЦР), применение которого позволило провести обследование большого числа видов беспозвоночных. Вольбахия была найдена у членистоногих и паразитических нематод. По оценкам специалистов бактерия инфицирует не менее 16% неотропических видов насекомых [118], в том числе 50% индонезийских видов муравьев [115]; она обнаружена у 7 из 42 тестированных видов паутинных клещей [21] и 4 из 7 видов хищных клещей [12], а также у 35% исследованных видов ракообразных [9].

Широкое распространение вольбахии и многообразие вызываемых ею фенотипических эффектов сделало бактерию в последнее десятилетие одним из наиболее популярных объектов исследования генетиков, молекулярных биологов и специалистов в области популяционной биологии и генетики развития членистоногих.

МОРФОЛОГИЧЕСКИЕ ОСОБЕННОСТИ

Морфологическое описание Wolbachia pipientis (Rickettsiales: Rickettsiaceae: Wolbachieae: Wolbachia) с основными признаками риккетсия-подобных организмов дано в работе [24]. Вольбахия -грамотрицательная неподвижная бактерия. Ее клетки диморфны; это либо очень мелкие (диаметр 0.25-0.5 мкм) или крупные (диаметр 1-1.8 мкм) коккоидные или неправильные палочковидные формы (длина 0.5-1.3 м). Представляется, что уровень плейоморфности бактерий повышается одновременно с увеличением возраста клетки [99]. В клетке вольбахия находится в цитоплазматических пузырьках и часто окружена множественными мембранами, необходимыми для осуществления контроля хозяина над симбионтом [99]. Бактерия размножается делением. Она была культивирована in vitro в культуре клеток насекомых и млекопитающих [75].

W. pipientis найдена в цитоплазме клеток репродуктивных органов, мальпигиевых сосудов, мышечных, нервных тканей и гемоцитов артропод [24, 88]. Особенно велика численность бактерий в яичниках и семенниках. В яичниках наиболее инфицированными оказываются питающие клетки, в которых микроорганизм размножается. Содержимое питающих клеток используется для развитие яиц, в которые бактерия попадает через цитоплазматические мостики. В яйце Wolbachia

связана с микротрубочками. Предположительно, цитоплазматическая несовместимость и партеногенез могут быть следствием изменений именно в этих структурах клетки.

Микроорганизм инфицирует у одних видов только самок, у других - особей обоих полов, причем численность его в одном хозяине значительно различается у разных видов. В зараженных самках Armadillidium vulgare находится 66000-164000 бактерий [88], в яйцах мелкой паразитической осы рода Trichogramma - 250-670 бактерий, в яйцах разных видов Drosophila по разным данным 2600-18000 до 500000 бактерий, численность бактериальных клеток в инфицированных самцах этого вида оценивается как 36.5 х 106 [10, 18].

 

РАЗМЕР ГЕНОМА И ФИЛОГЕНИЯ W. pipientis

W. pipientis относится к группе альфа-протеобактерий и наиболее близка Rickettsia-подобным бактериям Cowdria и Anaplasma - патогенам млекопитающих, переносимым членистоногими [76, 100].

Облигатный внутриклеточный паразитизм накладывает определенные ограничения на длину молекулы ДНК бактерии, и поэтому размер генома вольбахии (0.95-1.66 Мв [105]) примерно равен размеру генома других внутриклеточных прокариот порядка Rickettsiales, например Rickettsia provazekii (1.11Мв) или Rickettsia conori (1.26 Mв), и меньше генома свободноживущих бактерий, например Echerichia coli. (4.7 Мв).

Филогенетические связи внутри группы Wolbachia описывались на основании данных о структуре нескольких генов: 16S рРНК [76], ftsZ (ген клеточного деления) [119], groEl (бактериальный белок теплового шока) [70] и wsp (белок оболочки вольбахии) [123], наиболее широко используемого в настоящее время в филогенетических исследованиях.

Клада, образованная штаммами одного единственного вида - Wolbachia pipientis, распадается на шесть групп A-F, выделенных на основании анализа последовательностей нуклеотидов гена ftsZ и гена 16S рРНК [64, 108, 118]. В группы А и В попадает Wolbachia, обнаруженная у клещей, насекомых и ракообразных. Группы С и D сформированы бактериями, инфицирующими филарий - паразитических нематод - возбудителей тропического филариоза. К группе Е относится одна единственная вольбахия, найденная у коллемболы Folsomia candida [107, 108]. Группа F образована бактериями-симбионтами термитов и возможно жуков и филариальных нематод [64]. Вольбахия из групп А, В, Е вызывает нарушения репродукции членистоногих, вольбахия групп С, D является облигатным мутуалистическим симбионтом нематод, эффекты бактерий группы F не известны.

Дивергенции групп А-В и C-D произошли приблизительно 100 млн. лет назад [118]. Нематоды и артроподы разделились более 600 млн. лет назад. Это позволяет предположить, что около 100 млн. лет назад либо имела место горизонтальная передача бактерии между этими группами, либо те и другие получили Wolbachia от какого-то третьего организма [5]. Маловероятно, что вольбахия появилась в это время от свободноживущей формы, поскольку группа бактерий, к которой она относится, приобрела способность к внутриклеточному существованию более 100 млн. лет назад. Время дивергенции групп А и В оценивается в 60 млн. лет. Возможно, между группами А и В происходила рекомбинация, в результате которой появилась А-подобная линия, вызывающая феминизацию ракообразных [118]. Данных о времени дивергенции групп Е и F не опубликовано.

Результаты филогенетических исследований (прежде всего, отсутствие параллелизма между филогенией хозяина и симбионта) свидетельствуют об интенсивном межвидовом горизонтальном переносе Wolbachia, произошедшем в последние 0-2.5 млн. лет, однако, сведения о способах и направлениях такого переноса до сих пор остаются весьма отрывочными (рис. 1). Известно, что Wolbachia может быть перенесена естественным путем паразитической осе Leptopilina boulardi от ее хозяина Drosophila simulans [23]. Горизонтальный перенос бактерии у мокриц возможен при контакте гемолимфы зараженных и незараженных особей [87]. Теоретически механизмы и направления переноса могут изучаться у насекомых в системах паразит - хозяин, в которых оба участника являются носителями филогенетически близких или даже идентичных штаммов бактерии, например, у паразитических ос рода Nasonia и их хозяина - мухи Sarcophaga [118], у паразитических ос рода Trichogramma и их хозяина - моли Ephestia kuehniella [110]. Однако на практике эта задача оказывается трудновыполнимой, поскольку горизонтальный перенос бактерии - достаточно редкое явление, которое сложно зафиксировать в режиме реального времени.

 

ПРОБЛЕМЫ НОМЕНКЛАТУРЫ

На сегодняшний день не существует официальной номенклатуры для различных линий Wolbachia. Предложены системы, адаптированные для обозначения некоторых широко изучаемых штаммов. Для наименования линий бактерий, вызывающих цитоплазматическую несовместимость у дрозофилид, используется первая буква от наименования Wolbachia - w, за которой следуют несколько первых букв названия местности, в которой были собраны насекомые. Например, аббревиатура wRI означает, что данная бактерия выделена из D. simulans, собранной в Райверсайде (Riverside), Калифорния. В 1998 г. была предложена другая система для наименования линий, в основу которой было положено сходство нуклеотидных последовательностей гена wsp. В этой системе новая линия получала название в случае, если она отличалась по последовательности нуклеотидов гена wsp от известных ранее вариантов последовательностей. Название линии предлагалось составлять из первой буквы названия бактерии, за которой должны следовать несколько других, указывающих вид, из которого была выделена та или иная новая линия [93, 123]. Например, Wolbachia, выделенная из Cilisticus convexus обозначается как wCc [74].

На практике используются оба варианта "рабочей" номенклатуры.
 



 

 

Рис. 1. Филогенетическое дерево В-подгруппы Wolbachia, построенное на основании данных о последовательностях гена wsp по методу максимального подобия с использованием программы PAUP; внешняя группа представлена Wolbachia из D. sechellia и D. melanogaster. Линии вольбахии обозначены как названия видов их хозяев (по [50]).

 

ЦИТОПЛАЗМАТИЧЕСКАЯ НЕСОВМЕСТИМОСТЬ

Самым известным и распространенным репродуктивным эффектом, вызываемым вольбахией у членистоногих, является цитоплазматическая несовместимость, при которой нарушение вскоре после оплодотворения нормального поведения хромосом спермы и последующая полная или частичная элиминация мужского хромосомного набора обусловливают нарушения репродукции при скрещиваниях особей, несущих различающиеся цитоплазматические элементы. Если отцовские хромосомы элиминируются полностью, зародыш становится гаплоидным. У диплоидных видов гаплоидные зародыши погибают на различных стадиях эмбрионального развития, что приводит к резкому уменьшению численности потомства. У гаплодиплоидных видов гаплоидные зародыши развиваются в гаплоидных самцов, при этом вторичное соотношение полов потомства от несовместимых скрещиваний смещается в сторону мужского пола. Неполная элиминация отцовских хромосом приводит к анеуплоидии и, как правило, к эмбриональной смертности как у диплоидных, так и у гаплодиплоидных видов.

Цитоплазматическая несовместимость обнаружена в трех крупных таксономических группах членистоногих. Среди насекомых (Insecta) эта модификация известна в отрядах Diptera, Lepidoptera, Coleoptera, Homoptera, Hemiptera, Orthtoptera; среди ракообразных в отряде Isopoda [91]; среди паукообразных в отряде Acari [11].

Цитоплазматическая несовместимость была впервые описана в 1951 г. Лавеном (цит. по [55]) у комаров Culex pipiens. Лавен, изучая межпопуляционные скрещивания комаров из южной и северной Германии, показал, что при скрещивании самок Og (Ogglehausen - Огглехаузен) с самцами На (Hamburg - Гамбург)   (?Og x ?На) личинки выходят лишь из 0.17% отложенных самками оплодотворенных яиц, и развившиеся из таких личинок взрослые особи являются самками (вследствие редкого партеногенеза), тогда как при реципрокных скрещиваниях этих же линий (?На x ?Og) вылупляется до 87% личинок, а соотношение полов потомства оказывается близким к 1 : 1.  Во внутрилинейных скрещиваниях из оплодотворенных яиц вылупляется до 90% личинок, а соотношение полов потомства, как и в предыдущем случае, также оказывается близким к 1 : 1.

Для выяснения генетической природы односторонней несовместимости Лавеном на протяжении 50 с лишним поколений были проведены возвратные скрещивания. Самки, полученные от скрещивания самок На с самцами Og, повторно скрещивались с самцами Og. Гибриды всех поколений (Ну) вели себя как особи материнской линии: давали нормальное потомство с самцами На (?Ну  х  ?На) и проявляли несовместимость с самками Og  (?Og x ?Ну). Полученный результат однозначно доказал, что поведение линии в скрещивании определяется не хромосомными генами, а цитоплазмой, которую потомство наследует от матери. Соответственно, явление односторонней несовместимости было названо "цитоплазматической несовместимостью" [55].

Цитоплазматическая детерминация признака несовместимости впоследствии была подтверждена в опытах Френча [19], который также впервые определил, что несовместимость может быть частичной и скорее всего обусловлена взаимодействием цитоплазматических факторов несовместимости с ядерным генотипом. Барр [6] описал несовместимые скрещивания особей из одной популяции, а немного позднее несовместимость была отмечена в скрещиваниях особей из популяций, расположенных на сравнительно небольшом (до 100 км) расстоянии друг от друга [65]. Работа [6] показала, что тип скрещиваемости - это сохраняющаяся в течение длительного времени устойчивая характеристика линии, а не популяции.

Йен и Бар впервые связали несовместимость с бактериальной инфекцией [120]. Бактерии Wolbachia были обнаружены в цитоплазме клеток ранних эмбрионов Culex pipiens. Для выявления их роли в несовместимости Бар с сотрудниками [81, 121] провели элиминацию бактерий тетрациклином. Исчезновение бактерий из клеток насекомых, подтвержденное методом электронной микроскопии, сопровождалось изменением типа скрещиваемости: самцы обработанной линии становились совместимы с самками любого происхождения, а апосимбиотические (безбактериальные) самки давали потомство только при скрещивании с такими же самцами. Неинфицированные самки после скрещивания с зараженными самцами оставались стерильными. Было показано, что элиминация бактерий с последующим восстановлением совместимости возможна не только под влиянием антибиотиков, но и под действием высокой (около 37°С) температуры.

Описанная выше цитоплазматическая несовместимость у комаров С. pipiens - классический пример односторонней цитоплазматической несовместимости, наблюдаемой при спаривании зараженных бактерией самцов с неинфицированными самками. В простейшем случае на фенотипическом уровне такая несовместимость, как уже было сказано, приводит к стерильности прямых скрещиваний. Если же самка и самец инфицированы различными штаммами вольбахии, стерильными оказываются как прямые, так и обратные скрещивания. В этом случае говорят о двусторонней несовместимости, которая обнаружена у D. simulans, Tribolium confusum, Aedes albopictus и некоторых других видов насекомых. У D. simulans в настоящее время известно не менее 5 типов несовместимости (одно- и двусторонней), каждый из которых детерминируется определенными штаммами симбионта [27].

Отдельные особи могут быть заражены не одной, а несколькими (до пяти) линиями Wolbachia, т.е. быть множественно инфицированными (суперинфицированными). Такая множественная инфекция, объясняющая сложные системы несовместимости, известна в популяциях A. albopictus [55, 65], N. vitripennis [78], D. simulans [71, 73, 92, 97], Callosobruchus chinensis [31], Byturid beetles [66], Leptopillinaheteronoma [111], Bactrosera ascita sp. В [32]. Помимо множественно инфицированных линий, выделенных из природных популяций, методом микроинъекций в лабораторных условиях созданы модельные искусственно суперинфицированные линии, в которых хозяину-реципиенту, уже зараженному одним или несколькими штаммами бактерии, перенесены бактерии от хозяина-донора, не всегда филогенетически связанного с реципиентом. Так у Laodelphax stritellus к двум "собственным" штаммам вольбахии был "добавлен" штамм, перенесенный от D. simulans [51].

 

МЕХАНИЗМ НЕСОВМЕСТИМОСТИ

Цитологический механизм несовместимости изучался у С. pipiens, D. simulans, N. vitripennis. У D. simulans и N. vitripennis выявлены различия в поведении хромосом в первом митотическом делении у инфицированных и неинфицированных особей [14, 53, 54, 82, 95].

В норме у D. simulans после проникновения спермия в яйцо происходит деконденсация хроматина спермия и замещение спермоспецифичных гистоноподобных белков на гистоны яйцеклетки, а затем - репликация хромосом и конденсация хроматина, причем конденсация материнского хроматина начинается немного раньше, чем хроматина отцовского. После конденсации хромосомы собираются в метафазной пластинке веретена деления и прикрепляются к нитям веретена, но не смешиваются в экваториальной плоскости, а одновременно вступают в анафазу как два независимых набора, смешивающихся уже во время телофазы. В несовместимых скрещиваниях во время первого митоза отцовские хромосомы не конденсируются, оставаясь бесформенной, диффузной массой, и лежат в стороне от метафазной пластинки, в то время как материнские вступают в анафазу [14]. Нарушение конденсации хроматина в первом митотическом делении происходит и у N. vitripennis [82]. Использование генетических маркеров в экспериментальных скрещиваниях показало, что впоследствии отцовские хромосомы элиминируются из оплодотворенных яиц [83]. В редких случаях гены самца все же передаются потомству [95]. Это происходит, вероятно, потому что хромосомные фрагменты могут случайным образом связываться с движущимися хромосомами самки в делящемся ядре.

События, происходящие в первом делении дробления, в конечном итоге приводят либо к гаплоидизации зародыша, либо к потере развивающимся эмбрионом части хромосом отца, т.е. к анеуплоидии. Как уже отмечалось, следствием гаплоидизации у диплоидных организмов становится гибель особей на различных стадиях эмбрионального развития. У С. pipiens гаплоидный зародыш погибает в момент, когда становятся заметны зачатки глаз, если только диплоидия не восстановится за счет партеногенеза, отмечаемого у 0.1% эмбрионов от несовместимых скрещиваний [34]. Появляющиеся в результате партеногенеза комары будут самками, поскольку гомозиготным полом у С. pipiens является женский пол (система детерминации пола XX / XY). У D. simulans эмбрионы останавливаются в развитии на стадии первого интравителлинового митоза, стадии синцитиальной бластодермы и стадии, предшествующей вылуплению [15].

У гаплодиплоидов из гаплоидных яиц развиваются особи мужского пола, а вторичное соотношение полов потомства оказывается сильно сдвинутым в сторону самцов. В этом случае не отмечается, или почти не отмечается, уменьшения численности взрослого потомства, поскольку личинки вылупляются из всех или из большинства отложенных яиц. Тип несовместимости, при котором не наблюдается снижения численности потомства в несовместимых скрещиваниях, называется конверсионным и обозначается как MD (male development); он описан у осы N. vitripennis [13]. Помимо конверсии существует и другой тип цитоплазматической несовместимости, обозначаемый как FM (female mortality). Несовместимость этого типа является следствием анеуплоидии эмбрионов. В случае несовместимости по типу FM численность потомства от несовместимых скрещиваний вследствие высокой эмбриональной смертности сильно уменьшена по сравнению с числом отложенных яиц. Вторичное соотношение полов потомства при несовместимости по типу FM так же, как и в случае конверсии, сдвинуто в сторону самцов, поскольку самцы появляются из той небольшой части яиц, в которых хромосомный набор отца был полностью элиминирован. Несовместимость по типу FM описана у клещей Tetranychus urticae и Tetranychus turkestani и ос Nasonia giraulti, Nasonia longicornis, L. heteronoma, Trichopria drosophilae [7, 11, 112]. У клещей рода Tetranychus и осы L. heteronoma найдены естественные вариации типов несовместимости от MD до FM [77, 111]. На молекулярном уровне различия в типах несовместимости могут быть связаны с тонкими изменениями в активности белков, включенных в процессы созревания мужского пронуклеуса, таких как белки комплекса конденсина, топоизомераза II, гистоны HI и НЗ [52, 80].

Впервые несовместимость по типу FM (женской смертности) описана у клещей p. Tetranychus в работе [11], авторы которой связывали ее с особенностями структуры хромосом клещей, лишенных центромеры [11]. Предполагалось, что после фрагментации мужского хроматина части отцовских хромосом могут прикрепляться к нитям веретена деления и мигрировать вместе с материнскими хромосомами в дочерние ядра, вызывая анеуплоидию и эмбриональную смертность. Однако позже FM-несовместимость была описана у паразитических ос N. giraultu и N. longicornis, обладающих хромосомами с настоящими центромерами. В серии экспериментов, выполненных на трех сибсовых видах ос p. Nasonia - N. vitripennis, N. giraultu и N. longicornis было показано, что тип несовместимости MD или FM детерминируется ядерным генотипом, и что "конверсионные гены" N. vitripennis в гибридных самках являются рецессивными, а различия в уровне экспрессии фенотипа FM между видами N. giraultu и N. longicornis связаны скорее с вариациями штаммов вольбахии, чем с генотипом хозяина. На основании результатов эксперимента и данных о распространенности фенотипов MD и FM авторы [7] предположили, что смертность в несовместимых скрещиваниях у гаплодиплоидных видов следует считать нормой, а конверсионный фенотип N. vitripennis скорее исключением, чем правилом.

Молекулярный механизм взаимодействия Wolbachia с хромосомами хозяина не выяснен. В зрелой сперме вольбахия не найдена [121], поэтому бактерии должны действовать на созревающую сперму, которая затем попадет в яйцо во время оплодотворения. Подобный "импринтинг" спермы возможен или за счет присоединения к ней секретируемых вольбахией продуктов, приводящих к нарушению конденсации хроматина, или же за счет модификации, либо устранения нормальных составляющих спермы в процессе созревания. Мишенью для вольбахии могут быть белки, попадающие в зиготу из сперматозоида. Это прежде всего отцовская центриоль, которая, сливаясь с материнской, образует центр формирования микротрубочек зиготы. Микротрубочки продуцируют впоследствии веретено деления, правильное и точное функционирование которого обеспечивает сегрегацию хромосом в митозе. Цитологические исследования "несовместимых" яиц D. simulans выявляют не только ненормальное поведение отцовских хромосом, но и неправильное построение микротрубочек, регулируемое центриолью. Помимо отцовской центриоли в зиготу у многих видов Drosophila попадает жгутик сперматозоида, который также может оказывать влияние на раннее развитие эмбриона.

В яйцах, инфицированных той же, что и сперматогонии, линией бактерии, должно происходить "сопоставление" совместимости яйца и спермия, что предполагает существование синтезируемых вольбахией компонентов, которые прямо или косвенно "спасали" бы измененную сперму. Веррен [116] описал в генетических терминах механизм модификации-спасения mod-resc (modification-rescue). Бактерия с генотипом mod+resc+ в отличие от mod-resc- может вызывать цитоплазматическую несовместимость, модифицируя хромосомы сперматозоида, и "спасать" их в яйце.

С учетом существования множественных аллелей локусов, определяющих компоненты модификации-спасения, этот механизм объясняет как возникновение двусторонней несовместимости между линиями хозяина, каждая из которых инфицирована различными вариантами Wolbachia, так и одностороннюю несовместимость между линиями, одна из которых инфицирована одним штаммом бактерии, а другая биинфицирована [8, 78, 92]. Найдена вольбахия с генотипом mod-resc+ [72]. Сперма самцов из инфицированных такой бактерией линий совместима с неинфицированными яйцами, что соответствует генотипу mod-, при этом яйца самок из этих линий совместимы со сперматозоидами самцов из линий с цитоплазматическай несовместимостью (генотип resc+). Существование mod-resc+ - Wolbachia заставляет по другому оценивать генотип нейтральных линий симбионта, которые на самом деле могут быть mod-resc+, а также доказывает, что функции модификации и спасения могут оказаться самостоятельными в реализации цитоплазматической несовместимости.

Концепция, предложенная Верреном [116-118], не накладывает каких-либо ограничений на механизм модификации и спасения. Три биохимические модели - модель "ключ-замок", модель "титрование-восстановление" и модель "замедленное движение" были предложены для объяснения функций mod и resc.

Модель "ключ-замок" обсуждалась как в экспериментальных, так и в теоретических работах [13, 116]. Согласно предложенной гипотезе, "замок", образуемый бактерией, связывается с компонентами отцовского ядра (функция mod) (рис. 2А, Б). Эмбриональная смертность в скрещиваниях между инфицированными самцами и неинфицированными самками обусловлена неспособностью отцовских хромосом к правильным действиям вследствие того, что они "закрыты на замок" (рис. 2В, Г). В инфицированных вольбахией яйцах есть бактериальный "ключ", который "открывает" замок (функция resc) и таким образом восстанавливает у отцовских хромосом способность к "правильному" поведению (рис. 2Д, Е). В этом случае митоз проходит нормально. Компоненты "замка" всегда проникают в яйцо, где происходит их непосредственный физический контакт с компонентами "ключа". Согласно модели "ключ-замок" функции mod и resc могут быть детерминированы различными генами и, следовательно, иметь различный молекулярный механизм.


Рис. 2. Модель "ключ-замок". Сперматогенез у инфицированных самцов (А, Б); несовместимое скрещивание между инфицированным самцом и неинфицированной самкой (В, Г); совместимые скрещивания между двумя инфицированными особями (Д, Е) (по [79]). Объяснение - см. текст.

 

Модель "титрование-восстановление" рассмотрена в работе [53], авторы которой получили моноклональные антитела на частично очищенный экстракт Wolbachia. В инфицированных яйцах D. simulans эти антитела связывались с вольбахией и не связывались с конденсированной хромосомной ДНК хозяина. В неинфицированных яйцах некоторые антитела давали слабый сигнал с конденсированными хромосомами хозяина. Такой же сигнал наблюдался и на конденсированной хромосоме в сперматоцитах D. simulans; т.е. мишенью для антител могли быть гистоноподобные белки хозяина. Выполненные эксперименты позволили предположить, что Wolbachia способна смещать белки (функция mod), обычно связанные с хромосомами хозяина. Такое "титрование" может происходить в инфицированных яйцах перед оплодотворением, после оплодотворения Wolbachia возвращает белки на хромосомы (функция resc). Вероятно, функции mod и resc могут быть детерминированы геном, или генами, один из которых кодирует компонент титрования, а другой - ингибирует титрование.

Модель "замедленное движение" основана на том, что в зиготах при несовместимых скрещиваниях дрозофилы отцовские хромосомы могут конденсироваться и образовывать анафазоподобные структуры во время первого митоза [14]. Появление анафазоподобных структур свидетельствует, что при модификации значительно задерживается (но полностью не блокируется) вступление в митоз. Наблюдения за поведением хромосом позволили предположить, что Wolbachia образует компонент, который связывается с хромосомами отца и замедляет их движение во время первого митоза, приводя к асинхронности поведения отцовских и материнских хромосом. При инфицировании яиц вольбахией происходит модификация материнских и отцовских хромосом и восстановление синхронности поведения отцовской и материнской составляющих. Оригинальность данной модели в том, что функции mod и resc могут быть детерминированы одним и тем же бактериальным геном(ами) и иметь одинаковый молекулярный механизм.

Из трех предложенных исследователями биохимических моделей, объясняющих механизм возникновения цитоплазматической несовместимости, наиболее популярной оказывается модель "ключ-замок", поскольку она объясняет все известные на сегодняшний день наблюдения. Для того, чтобы принять модели "титрование-восстановление" и "замедленное движение" необходимо найти объяснение для фенотипа mod-resc+, связанного с секс-специфической экспрессией бактериальных генов.

 

ФЕМИНИЗАЦИЯ

Развитие признаков пола, как и большинства других признаков организма, определяется генотипом и факторами внешней среды. У животных половая дифференциация затрагивает все уровни организации особи, а сам процесс дифференциации достаточно сложен, поскольку развивающиеся организмы исходно бисексуальны. Первичная бисексуальность организмов позволяет изменять направление их развития - переопределять пол в онтогенезе. Переопределение пола в естественных условиях может являться либо реализацией генетической программы организма, либо быть следствием тех или иных воздействий или изменений, разрушающих цепь последовательных процессов, определяющих развитие признаков пола: мутаций или факторов внешней среды. Изменения направления дифференциации пола - маскулинизация либо феминизация - известны как у беспозвоночных, так и у позвоночных животных. Естественная феминизация функциональных самцов описана у морского гермафродита - рыбы Acanthopagrus schlegeli Bleeker (цит. по [56]). У моллюсков рода Crepidula известна феминизация под влиянием гормонов, выделяемых особями колонии, находящимися в женской фазе развития. Переопределение пола под влиянием цитоплазматических микроорганизмов, по всей видимости, можно считать специфическим случаем переопределения пола под влиянием факторов внешней среды.

Феминизирующие симбионты - бактерии и простейшие - найдены у морских и наземных ракообразных Amphipoda и Isopoda, у паукообразных из отряда Acari, насекомых из отряда Lepidoptera. Феминизация морских Amphipoda из p.p. Gammarus и Orchestia происходит под влиянием простейших - микроспоридий и парамиксидий [20, 98]. Феминизирующий симбионт гаплоидного клеща Brevipalpus phoenicis идентифицирован как бактерия группы Cytophaga-Ravobacterium-Bacteroides [114]. Феминизация наземных ракообразных из отряда Isopoda и насекомых из отряда Lepidoptera детерминируется Wolbachia pipientis [26, 48,49, 94].

Впервые феминизация, происходящая под влиянием вольбахии, описана в работах французских авторов [35-47, 57-63; 67-69, 84-94]. Наиболее детально это явление исследовано у ракообразных - представителя p. Armadillidium A. vulgare (Isopoda: Armadillidae), генетической основой детерминации пола которого является женская гетерогамия (cJZZ, 9WZ) [36]. Процесс феминизации под влиянием Wolbachia у чешуекрылых (молей Ostrinia furnacalis [48], Ostrinia scapulalis [49] и бабочки Eurema hecabe [26]) еще практически не изучен.

В ранних генетических исследованиях A. vulgare было показано, что появление у некоторых самок этого вида потомства с сильным отклонением во вторичном соотношении полов в сторону самок наследуется по материнской линии и не связано с дифференциальной смертностью особей мужского пола [28, 29, 109]. Подобное же отклонение в соотношении полов потомства появлялось у генетических WZ самок, если им переносили ткани "телигеничных" самок [59]. Агент -эндоцитоплазматическая бактерия, живущая в клетках некоторых особей женского пола и не найденная в самцах - был идентифицирован по морфологическим признакам и характеристикам жизненного цикла, а позже и молекулярно-биологическими методами как бактерия p. Wolbachia [68, 89, 94]. Элиминация бактерии под действием температуры 30°С у очень молодых и старых самок приводила к появлению мужского фенотипа у первых и никак не влияла на женский фенотип вторых, поскольку половые ткани старых самок полностью дифференцированы [42]. При этом у старых самок вторичное соотношение полов в потомстве, полученном после элиминации бактерий, сильно отклонялось в сторону самцов. В потомстве неосамок (генетических самцов/фенотипических самок), выращенных при температуре 30°С и, следовательно, не имеющих бактерий, обнаруживались только самцы. Появление самцов послужило доказательством атипичного генотипа неосамок. Их женский фенотип был признан следствием бактерионосительства, а сами неосамки - генетическими самцами (ZZ). В популяциях A. vulgare, зараженных вольбахией, генетическими самцами (ZZ) оказываются все обнаруженные инфицированные самки [41,47].

Феминизация самцов у A. vulgare может быть неполной; в таком случае появляются особи, имеющие фенотипы интерсексов [57, 63]. Данные фенотипы варьируют от функциональных самок с незначительными мужскими вторичными половыми признаками до полностью стерильных особей, имеющих вторичные половые признаки обоих полов и нефункционирующие гермафродитные половые железы. Изменчивость фенотипов интерсексов связывается с недостаточной плотностью бактериальной популяции в отдельных особях [89], либо с отсутствием точной синхронизации между феминизирующей активностью симбионта и временем детерминации половых тканей хозяина [86].

Фенотипы интерсексов не были обнаружены при исследовании феминизации у моли О. furnacalis и молодые самки, "вылеченные" от бактерии тетрациклином, никогда не меняли свой женский фенотип, хотя у них и появлялось потомство, состоящее исключительно из самцов [50].

Различия фенотипических признаков феминизации, по всей видимости, являются отражением различий в процессах детерминации и дифференциации пола у A. vulgare и О. furnacalis.

 

МЕХАНИЗМ ФЕМИНИЗАЦИИ

Механизм феминизации был изучен у A. vulgare. По мнению ряда исследователей, самцы и самки этого вида имеют одинаковый генотип, за исключением женской W-хромосомы, которая является гомологичной мужской Z-хромосоме, но несущей дополнительные "женские" гены, супрессирующие экспрессию "мужского(их)" гена(ов) [45, 63, 85]. Половая дифференциация по мужскому типу у A. vulgare происходит под влиянием гормона андрогенной железы, сигнал к началу развития которой может быть получен от "мужских" генов, расположенных на мужской Z-хромосоме. Гормон андрогенной железы - глико-протеин с молекулярной массой 17-18 кДа [69], с достаточно высоким уровнем видоспецифичности [22] определяет половую дифференциацию по мужскому типу у амфипод и изопод после третьей и четвертой линьки личинок соответственно [17, 84]. В отсутствие гормона происходит автодифференциация женского фенотипа и женской физиологии [16]. В случае женской гетерогамии женский ген, по-видимому, ингибирует экспрессию мужского гена, приводя к женской дифференциации.

Для того, чтобы произошла феминизация генетических самцов, симбиотическая бактерия должна блокировать развитие андрогенной железы подобно тому, как это делает(ют) женский(е) ген(ы), расположенные на W-хромосоме генетических самок. Действительно, андрогенная железа никогда не дифференцируется у зараженных Wolbachia ZZ-неосамок, так же как и у "настоящих" хромосомных самок [63]. В этом смысле феминизация ракообразных под влиянием вольбахии - это скорее ингибирование развития мужского фенотипа, чем индукция развития женского.

Точный молекулярный механизм феминизации неизвестен. Мишенью для белков вольбахии может быть область промотора гена, кодирующего андрогенный гормон, или же область рецепторов андрогенного гормона или их сигнальные последовательности [67]. Фенотипический эффект - появление женского фенотипа - у хромосомных и цитоплазматических детерминантов оказывается одинаковым, хотя те и другие могут действовать на различные точки каскада экспрессии генов.

Помимо того, что вольбахия препятствует каким-то образом дифференциации андрогенной железы, у бактерии есть и вторая феминизирующая особенность - так называемый "физиологический" эффект или "позднее" действие. Позднее действие вольбахии очень тканеспецифично и направлено на механизм контроля за ростом андрогенной железы. "Физиологический" эффект заметен в случаях, когда бактерия переносится неинфицированным взрослым самцам, андрогенная железа которых дифференцирована и функциональна. После пересадки вольбахии самцы-реципиенты приобретают фенотип интерсексов; бактерия не влияет непосредственно на андрогенный гормон, поскольку он сохраняет активность. Вероятно, вольбахия устраняет ингибирующий контроль нейропептидов, что приводит к сильной гипертрофии андрогенной железы, которая тем не менее остается функциональной. Скорее всего бактериальные продукты и гормон андрогенной железы конкурируют за рецепторы гормона в тканях хозяина [39, 67].

У насекомых детерминация и, соответственно, механизм дифференциации пола принципиально отличается от такового у ракообразных, прежде всего потому, что пол у них дифференцируется на эмбриональной стадии и развитие признаков пола не связано с диффузными субстанциями, такими, как половые гормоны, действующими на поздних стадиях преимагинального развития [96]. Очевидно, пол у О. furnacalis детерминируется на эмбриональной стадии развития, поскольку вылеченные тетрациклином личинки развиваются в самок, поэтому Wolbachia должна действовать на эмбрионы. Молекулярный механизм действия вольбахии неизвестен.

Wolbachia, влияющие на дифференциацию пола у ракообразных и некоторых насекомых, филогенетически не родственны. Сравнение нуклеотидных последовательностей гена wsp Wolbachia, вызывающих феминизацию у A. vulgare и О. furnacalis, позволяет сделать вывод о независимом эволюционном происхождении этих линий и отсутствии рекомбинации между ними.

 

ПАРТЕНОГЕНЕЗ

Естественный партеногенез - возникновение вполне развитого организма из неоплодотворенной яйцеклетки - обычен у членистоногих, хотя встречается у всех типов беспозвоночных и у некоторых позвоночных животных. По способности давать посредством партеногенеза самцов и самок различают:

- арренотокию, при которой из неоплодотворенных яиц развиваются только самцы;

- телитокию, при которой из неоплодотворенных яиц развиваются только самки;

- дейтеротокию, при которой из неоплодотворенных яиц развиваются особи обоего пола.

В тех случаях, когда популяции партеногенетического вида состоят исключительно из самок, одно из главных биологических преимуществ партеногенеза заключается в ускорении темпа размножения и быстром увеличении численности популяции, поскольку все особи популяции способны оставить потомство.

Телитокия, детерминированная цитоплазматическими бактериями, известна у клещей, перепончатокрылых, трипсов и коллембол. У гапло-диплоидных ос Encarsia pergadiella (Hymenoptera: Aphelinidae) партеногенез возникает под влиянием бактерии, относящейся к группе Cytophaga-Flexibacter-Bacteroid (CFB) [122]; у гаплодиплоидов клещей p. Briobia (Arachnida: Acari), трипсов Franklinothrips vespipornis (Insecta: Thysanoptera), различных перепончатокрылых и диплодиплоидного вида коллембол - Folsomia Candida (Insecta: Entognata) - партеногенез вызывается Wolbachia pipientis[4, 107, 112].

Первые доказательства связи телитокии с цитоплазматическими элементами были получены в экспериментах по замене ядерного генома арренотокичных линий на ядерный геном телитокичных линий у паразитической осы Trichogramma pretiosum [103]. Сохранение арренотокии у самок из арренотокичных линий после замены 99.6% их ядерного генома на геном самок телитокичных линий заставило предположить наличие влияния на репродукцию цитоплазматических элементов. Это предположение было подтверждено восстановлением нормальной репродукции у телитокичных самок после "лечения" антибиотиками и под действием высокой (выше 30°С) температуры. После применения антибиотиков виргинные самки ос переходили к арренотокии. В дальнейшем присутствие бактерии в клетках членистоногих было выявлено микроскопическими методами, а окончательный филогенетический статус симбионта был установлен после анализа последовательности гена 16S рРНК [102,104,108]. Восстановление нормального полового размножения было показано несколько позже и у диплодиплоидных коллембол, у которых после лечения антибиотиками появлялось двуполое потомство [108].

 

МЕХАНИЗМ ПАРТЕНОГЕНЕЗА

Решающее значение для формирования пола будущего потомства имеет механизм партеногенеза, определяющий генотип партеногенетического зародыша. У большинства насекомых имеют место модификации оогенеза, происходящие до или во время мейоза, в результате которых либо число хромосом не уменьшается до гаплоидного, либо диплоидия восстанавливается за счет слияния двух гаплоидных продуктов мейоза [106]. В большинстве изученных случаев механизмом восстановления диплоидии у инфицированных Wolbachia членистоногих была гаметическая дупликация (эндомитоз), происходящая в первом митотическом делении [101, 107].

Мейоз протекает одинаково у инфицированных и неинфицированных самок до стадии единственного пронуклеуса. У неинфицированных самок гаплодиплоидных видов после оплодотворения и восстановления диплоидии из яйца развиваются диплоидные особи женского пола. Если яйца таких самок остаются неоплодотворенным, то после некоторой паузы гаплоидный пронуклеус приступает к митозу, в анафазе которого два гаплоидных набора хромосом мигрируют к противоложным полюсам. В результате митоза образуются две гаплоидные клетки, из которых в конечном итоге развивается гаплоидный самец [101]. У диплодиплоидных видов неоплодотворенные яйца абортируются [107]. В яйцах, отложенных инфицированными самками, оба гаплоидных хромосомных набора, образовавшиеся в результате репликации в интерфазе первого митотического деления, мигрируют к одному полюсу, что приводит к образованию одного диплоидного продукта митоза. Появляющаяся в результате гаметичес-кой дупликации самка является абсолютной гомозиготой (гомозиготой по всем локусам). Цито-генетические наблюдения за поведением хромосом полностью подтверждаются результатами биохимических исследований, выполненных с использованием аллозимных маркеров.

По всей видимости, такой относительно редкий (по крайней мере у насекомых) [106] цитогенетический процесс, как гаметическая дупликация, является основным, но не единственным механизмом восстановления диплоидии. При гаметической дупликации рецессивные летальные гены выявляются немедленно, в то время как другие цитогенетические механизмы, которые репрессируют мейоз или основаны на слиянии пронуклеуса и полярного тельца, могут поддерживать гетерозиготность в течение длительного времени. Анализ микросателлитных локусов у клеща Bryobia ргасtiosa показал, что механизмом поддержания диплоидии у него является функциональная апомиктическая дупликация [113].

 

АНДРОЦИД, ИЛИ БЕССАМЦОВОСТЬ

Андроцидом, или бессамцовостью (в английской литературе - male-killing убийство самцов) называют эффект цитоплазматических бактерий, проявляющийся в дифференциальной смертности особей мужского пола. Взрослое потомство инфицированных цитоплазматическими симбионтами самок уменьшено вдвое по сравнению с числом отложенных яиц и состоит полностью или преимущественно из особей женского пола, поскольку самцы гибнут на той или иной стадии преимагинального развития. Различают ранний андроцид, при котором гибель самцов происходит в эмбриогенезе или на первых личиночных стадиях, и поздний андроцид, при котором гибель самцов происходит на последних личиночных стадиях. Ранняя бессамцовость развивается под влиянием бактерий, поздняя - под действием паразитических простейших.

Ранний андроцид был первым "необычным" эффектом, возникающим под влиянием цитоплазматических симбионтов, описанным у животных. Лус в 1932 г. заметил и позднее описал [3] отсутствие самцов в семьях самок из ленинградской популяции двуточетной божьей коровки Adalia bipunctata L. (Insecta: Coleoptera: Coccinellidae). Показав наследование этой особенности строго по материнской линии, он, однако, допускал возможность ее детерминации ядерными генами. Вывод о бактериальной природе бессамцовости был сделан английскими исследователями только в 1992 г. после серий экспериментов по восстановлению нормальной репродукции под влиянием антибиотиков [30]. В последующее десятилетие в России и Англии были выполнены комплексные работы по идентификации цитоплазматических симбионтов A. bipunctata, в ходе которых было показано, что двуточечная божья коровка инфицирована тремя различными бактериями - Rickettsia, Spiroplasma и Wolbachia, имеющими одинаковый фенотипический эффект [1, 2, 117]. Два последние вида впервые были обнаружены в российских популяциях, причем в популяции Москвы сосуществуют две неродственные линии Wolbachia.

Помимо A. bipunctata бессамцовость, возникающая под влиянием вольбахии, описана только у двух близкородственных видов тропических бабочек р. Асгаеа - Асгаеа encedon и Асгаеа encedana [33], несмотря на то, что явление цитоплазматической бессамцовости известно сейчас почти у 20 видов насекомых и клещей (у них бессамцовость обусловлена присутствием других бактерий).

О механизме узнавания и способах элиминации бактерией мужских эмбрионов ничего не известно. На основании различий в системах детерминации пола (XX/XY - у божьей коровки и WZ/ZZ у бабочек) можно лишь предположить, что активация вольбахии не определяется присутствием в клетке единственной Х-хромосомы, подобно тому, как активируется в клетках дрозофилы андроцидная бактерия Spiroplasma [119]. По-видимому, у различных видов бактерии механизмы узнавания мужских эмбрионов разнятся.

 

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящее время в базах библиографических данных содержится информация о 226 публикациях, посвященных бактериям рода Wolbachia, появившихся в 2000-2003 гг.

Растущий интерес к Wolbachia обусловлен широкой распространенностью среди насекомых и членистоногих вообще и своеобразием действия этого паразита (симбионта), затрагивающего систему полового размножения хозяина.

Эволюционная биология традиционно рассматривала системы размножения с точки зрения тех преимуществ, которые получает размножающийся тем или иным способом организм. Оказалось, однако, что у очень многих насекомых выбор той или иной системы размножения диктуется интересами не макроорганизма, а живущего в его клетках микроорганизма.

Во всех разобранных выше случаях в оставлении потомства те или иные преимущества имеют зараженные вольбахией самки. Отсутствие (или редкая встречаемость) невосприимчивости к вольбахии в популяциях хозяина свидетельствует, что измененная система размножения не только не понижает существенным образом приспособленность макроорганизма, но в ряде случаев даже оказывается для него полезной. Модификации полового размножения при заражении вольбахией следует, вероятно, рассматривать как некий компромисс между интересами хозяина и паразита, достигнутый в ходе коэволюции. Если это так, дальнейшие исследования должны быть нацелены не только на расшифровку молекулярных механизмов действия вольбахии на репродуктивную систему насекомого, но и на идентификацию генов паразита и хозяина, определяющих их в достаточной мере гармоничное сосуществование. Неразработанность генетики Wolbachia делает пока такие исследования трудно осуществимыми.

Работа поддержана грантом РФФИ № 02-04-497 и грантом Президента Российской Федерации "Поддержка научных школ" НШ-827.2003.4.

 

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Захаров И.А., Горячева И.И., Шайкевич Е.В., Шуленбург X., Мажерес Е.Н. // Генетика. 2000. Т. 36. № 4. С. 482.

2. Захаров И.А., Шайкевич Е.В., Горячева И.И. // ДАН. 1998. Т. 362. № 4. С. 570.

3. Лус Я.Я. II ДАН. Т. 57. № 8. С. 825.

4. Arakaki N., Miyoshi Т., Noda H. // Proc. R. Soc. Lond. В. 2001. V. 268. P. 51011.

5. Bandi С., Anderson TJ.C., Genchi С., Blaxter M.L. II Proc. R. Soc. Lond. B. V. 265. P. 2407.

6. BarrA.L. II Nature. 1980. V. 283. P. 71.

7. Borderstein S.R., Uy JJ., Werren J.H. // Genetics. 2003. V. 164. P. 223.

8. BordersteinS.R., Werren J.H. //Genetics. 1998. V. 148. P. 1833.

9. Bouchon D., Rigaud Т., Juchault P. I I Proc. R. Soc. Lond. B. 1998. V. 265. P. 1081.

10. Boyle L., O'Neil S.L., Robertson H.M., Karr T.L. // Science. 1993. V. 260. P. 1796.

11. BreewerJAJ. // Heredity. 1997. V. 79. P. 41.

12. BreewerJAJ., Jacobs G. // Exp. Appl. Acarol. 1996. V. 20. P. 421.

13. Breewer JAJ., Werren J.H. II Nature. 1990. V. 336. P. 558.

14. Callaini G., Dallai R., Riparbelli M.G. I I J. Cell. Sci. 1997. V. 110. P. 271.

15. Callaini G., Riparbelli M.G., Giuordano R., Dallai R. II J. Invert. Path. 1996. V. 67. P. 55.

16. Charniaux-Cotton H. // Bull. Soc. Zool. Fr. V. 84. P. 105.

17. Charniaux-Cotton H., Payen G. II The Biology of Crustacea. V. 9 / Ed. Bliss D.E. N.Y.: Academic Press. 1985. P. 217.

18. Clark M.E. II The First International Wolbachia Conference 2000: Conference Program and Abstracts. International Symbiosis Society. Boston. 2000. P. 132.

19. French W.L. // Genetics. 1978. V. 88. P. 447.

20. Ginsburger-Vogel Т., Desportes I. // Marine Fisheries Rev. 1979. V. 41. P. 3.

21. Gotoh Т., Noda H., Hong XJ. // Heredity. 2003. V. 91. P. 208.

22. Hasegawa Y., Okuno A., Nagasawa H. I I Gen. Сотр. Endocrinol. 2002. V. 125. P. 218.

23. Heath B.D., Butcher R.D., Whitfield W.G., Hub-bard S.F. II Curr. Biol. 1999. V. 9. P. 3136.

24. Hertig M. II Parasitology. 1936.V. 28. P. 453.

25. Hertig M., Wolbach S.B. // J. Med. Res. 1924. V. 44. P. 329.

26. HirokiM.,Kato Y., Kamito Т., Miura К. Ц Naturwissen-schaften. 2002. V. 89. № 4. P. 167.

27. Hoffman A A., Turelli M. // Influential Passengers / Eds. O'Neil. S.L., Hoffmann A.A., Werren J.H. Oxford: Oxford University Press, 1997. P. 42.

28. HovardH.W. I I J. Genet. 1942. V. 44. P. 143.

29. HovardH.W. II J. Genet. 1958. V. 56. P. 1.

30. Hurst G.D.D., Majerus M.E.N., Walker L.E. // Heredity. 1992. V. 69. P. 84.

31. IjichiN., KondoN., Matsumoto R., Shimada M., Ishika-wa H., Fukatsu T. // App. Env. Microbiol. 2002. V. 68. P. 4074.

32. Jamnongluk W., Kittayapong P., Baimai V., O'Neil SL. II Curr. Microb. 2002. V. 45. P. 255.

33. Jiggins F.M., Hurst G.D.D., Majerus M.E.N. // Heredity. 1998. V. 81. P. 87.

34. Jost E. II Wilhelm Roux' Arch. 1970. V. 166. P. 173.

35. Juchault P., Frelon M., Bouchon D., Rigaud T. // C. R. Acad. Sci. 1994. V. 317. P. 225.

36. Juchault P., Legrand JJ. // C. R. Acad. Sci. 1972. V. 274. P. 1387.

37. Juchault P., Legrand JJ. //Arch. Zool. Exp. Gen. 1976. V. 117. P. 81.

38. Juchault P., Legrand Л/.//Arch. Zool. Exp. Gen. 1979. V. 122. P. 117.

39. Juchault P., Legrand JJ. // Gener. Сотр. Endocrinol. 1985. V. 60. P. 463.

40. Juchault P., Legrand JJ. // Genet. Sel. Evol. 1986. V. 18. P. 393.

41. Juchault P., Legrand JJ., MocquardJ.P. II Arch. Zool. Exp. Gen. 1980. V. 121. P. 3.

42. Juchault P., Martin G., Legrand JJ. I I Int. J. Invert. Re-prod. 1980. V. 2. P. 223.

43. Juchault P., Mocquard J.P. // C. R. Acad. Sci. 1988. V. 306. P. 321.

44. Juchault P., MocquardJ.P. // Crustaceana. 1989. V. 56. № 1. P. 83.

45. Juchault P., MocquardJ.P. // J. Evol. Biol. 1993. № 6. P. 511.

46. Juchault P., Rigaud Т., Mocquard J.P. II Heredity. 1992. V. 69. P. 382.

47. Juchault P., Rigaud Т., MocquardJ.P. II Acta Ecologi-ca. 1993. V. 14. P. 547.

48. Kageyama D., Hoshizaki S., Ishikawa Y. // Heredity. 1998. V. 81. P. 311.

49. Kageyama D., Nishimura G., Hoshizaki S., Ishikawa Y. II In The First International Wolbachia Conference 2000: Conference Program and Abstracts. International Symbiosis Society. Boston. 2000. P. 106.

50. Kageyama D., Nishimura G., Hoshizaki S., Ishikawa Y. II Heredity. 2002. V. 88. P. 444.

51. Rang L., Ma X., Cai L., Liao S., Sun L., Zhu H., ChenX., Shen D., Zhao S., Li C. II Heredity. 2003. V. 90. P. 171.

52. Karr T.L. II Curr. Top. Dev. Biol. 1996. V. 34. P. 89.

53. Rose H., Karr T.L. // Mech. Dev. 1995. V. 5. P. 275.

54. Lassy C.W., Karr T.L. // Mech. Devel. 1996. V. 57. P. 147.

55. Laven H. // Nature. 1967. V. 261. P. 383.

56. Lee Y.H., Du J.L., Yueh W.S., Lin B.Y., Huang J.D., Lee C.Y., Lee M.F., Lau E.L., Lee F.Y., Morrey C., Na-gahama Y., Chang C.F. // J. Exp. Zool. 2001. V. 290. P. 715.

57. Legrand JJ., Juchault P. // C. R. Acad. Sci. Ser III. 1969. V. 268. P. 1647.

58. Legrand JJ., Juchault P. // C. R. Acad. Sci. Ser HI. 1969. V. 268. P. 1774.

59. Legrand JJ., Juchault P. // C. R. Acad. Sci. 1970. V. 270. P. 706.

60. Legrand JJ., Juchault P. // C. R. Acad. Sci. 1972. V. 274. P. 1554.

61. Legrand JJ., Juchault P. // C. R. Acad. Sci. 1974. V. 278. P. 2979.

62. Legrand JJ., Juchault P. // Genet. Sel. Evol. 1984. V. 16. P. 57.

63. Legrand JJ.. Legrand-Hamelin E., Juchault P. // Biol. Rev. 1987. V. 62. P. 439.

64. LoN., CastraghtM., SalattE.,Bazzocchi C., Bandi C. II Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 341.

65. Magnin M., Pasteur N., Raymond M. // Genetica. 1987. V. 74. P. 125.

66. Malloch G.,Fenton В., ButcherR.D. //Mol. Ecol. 2000. V. 9. №1.P. 77.

67. Martin G., Greve P., Braquart G. II In The First International Wolbachia Conference 2000: Conference Program and Abstracts. International Symbiosis Society. Boston. 2000. P. 31.

68. Martin G., Juchault P., Legrand JJ. // C. R. Acad. Sci. Ser III. 1973. V. 276. P. 2313.

69. Martin G., Juchault P., Sorokine O., Van DorsselearA. // Gen. Сотр. Endocrinol. 1990. V. 80. P. 349.

70. Masui S., Sasaki Т., Ishikawa H. II Zool. Sci. 1997. V. 14. P. 701.

71. Mercot H., Llorent В., Jacques M., Allan A., Mont-champ-Mareau C. //Genetics. 1995. V. 141. P. 1015.

72. Mercot H., Poinsot D. // Nature. 1998. V. 391. P. 853.

73. Montchamp-Mareau C., Ferveur J.-F., Jacques M. II Genetics. 1991. V. 129. P. 399.

74. Moret Y., Juchault P., Rigaud T. // Heredity. 2001. V. 86. Pt. 3. P. 325.

75. Noda H., Miyoshi Т., Koizumi Y. // In Vitro Cell Dev. Biol. Anim. 2002. V. 38. № 7. P. 423.

76. O'Neil S.L., Giordano R., Colbert A.M.E., Karr T.L., Robertson H.M. I I Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 2699.

77. Perrot-Minnot M.-J., Cheval В., Migeon A., Nava-jas M. IIJ. Evol. Biol. 2002. V. 15. P. 808.

78. Perrot-Minnot M.-J., Guo L.R., Werren J.H. // Genetics. 1996. V. 143. P. 961.

79. Poinsot D., Charlat S., Mercot H. // BioEssays. V. 25. P. 259.

80. Poccia D., С alias P. I I Curr. Top. Dev. Biol. V. 34. P. 25.

81. Portaro J.K., Barr A.R. // J. Med. Ent. 1975. V. 12. P. 65.

82. Reed KM., Werren J.H. // Mol. Reprod. Dev. 1995. V. 40. P. 408.

83. Richardson P.M., Holmes W.P., Saul G.B. II // J. Invert. Pathol. 1987. V. 50. P. 176.

84. Rigaud T. // Influential Passengers / Eds. O'Neil. S.L., Hoffmann A.A., Werren J.H. Oxford: Oxford University Press, 1997. P. 81.

85. Rigaud Т., Juchault P. // Heredity. 1992. V. 68. P. 47.

86. Rigaud Т., Juchault P.// Genetics. 1993. V. 133. P. 247.

87. Rigaud Т., Juchault P. // J. Evol. Biol. 1995. V. 8. P. 249.

88. Rigaud Т., Juchault P., Mocquard J. I I J. Evol. Biol. 1991. V. 4. P. 603.

89. Rigaud Т., Souty-Grosset C.,RaimondR., Mocquard J., Juchault P. I/ Endocytobiosis Cell. Res. 1991.V. 7. P. 259.

90. Rigaud Т., Mocqurd J.P., Juchault P. I I Genet. Sel. Evol. 1992. V. 24. P. 3.

91. Rousset F., Bouchon D., Pintureau В., Juchault P., So-lignac M. II Proc. R. Soc. bond. B. 1992. V. 250. P. 91.

92. Rousset F., Solignac M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995.V. 92. P. 6389.

93. Rousset F., de Stordeur E. // Heredity. 1994. V. 72. Pt. 4. P. 325.

94. Rousset F., Vauhin D., Solignac M. // Proc. R. Soc. London Ser B. 1992. V. 247. P. 163.

95. Ryan S.L., Saul G.B. II, Conner G.W. // J. Hered. 1985.V. 78. P. 273.

96. Schutt C., Nothiger R. I I Developement. V. 127. P. 667.

97. Sinkins S.P., Braig H.R., O'Neil. S.L. // Proc. R. Soc. London Ser B. 1995. V. 261. P. 325.

98. Smith J.E., Dunn A.M. // Parasitology Today. 1991. V. 7. P. 14.

99. Stouthamer R., Breewer J.AJ., Hurst G.D.D. // Annu. Rev. Microbiol. 1999.V. 53. P. 71.

100. Stouthamer R., Breewer JAJ., Luck R.F., Werren J.H. II Nature. 1993. V. 361. P. 66.

101. Stouthamer R., Kazmer DJ. // Heredity. 1994. V. 73. P. 317.

102. Stouthamer R., Luck R.F., Hamilton W.D. // Proc. Narl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 2424.

103. Stouthamer R., Pinto G., Planter G.R., LuckRf. // Annals of the Entomological Society of America. 1990. V. 83. P. 475.

104. Stouthamer R., Werren J.H. // J. Invert. Pathol. 1993. V. 61.P.6.

105. Sun L.V., Foster J.M., Tzertzinis G., Ono M., Bandi C., Slatko B.E., O'Neil S.L. // J. Bacteriol. 2001. V. 183. P. 2219.

106. Suomalainen E., Saura A., Lokki J. Cytology and Evolution in Parthenogenesis. Boca Raton. Florida: CRC Press. 1987.

107. Vandekerckhove T.T.M., Watteyne S., Bocksoen L., Swing J.G., Mertens J., Gillis M.I I In The first International Wolbachia Conference 2000: Conference Program and Abstracts. International Symbiosis Society. Boston. 2000. P. 35.

108. Vandekerckhove T.T.M., Watteyne S., Willems A., Swing J.G. II FEMS Microbiol. Lett. 1999. V. 180. P. 279.

109. Vandel A. // Bulletin Biologique de la France et de la Belgique. 1941. V. 98. P. 316.

110. Van Meer M.M., Witteveldt J., Stouthamer R. // Insect Mol. Biol. 1999. V. 8. P. 399.

111. Vavre F., Dedeine F., Quillon M., Fouillet P., Fleu-ry F., Bouletreau M. // Evolution Int. J. Org. Evolution. 2001. V. 55. P. 1710.

112. Vavre F., Fleury F., Varaldi J., Fouillet P., Boule-treau M. II Evolution. 2000. V. 54. P. 191.

113. Weeks A.R., Breeuwer JAJ. II Proc. R. Soc. Lond B. 2001. V. 268. P. 2245.

114. Weeks A.R.,Marec F., Breeuwer JAJ. // Science. 2001. V. 292. P. 2479.

115. Wenseleers T.JtoF., van Borms S.,HuybrechtsR., Vol-ckaert F. II Proc. R. Soc. Lond B. 1998. V. 265. P. 1447.

116. WerrenJ.H. //Annu. Rev. Entomol. 1997.V. 42. P. 587.

117. Werren J.H., Hurst G.D.D., Zhang W., Breeuwer JAJ., Stouthamer R., Majerus ME. II J. Bacteriol. 1994. V. 176. P. 388.

118. Werren J.H., Windsor D., Quo L. II Proc. R. Soc. Lond. B. 1995. V. 262. P. 197.

119. Williamson D.L., Paulson D.F. II The Mycoplasmas / Eds. Whitcomb R.F., Tully J.G. N.Y.: Academic Press, 1979. V. III. P. 175.

120. Yen J.H., Barr A.R. // Nature. 1971. V. 232. P. 657.

121. Yen J.H., Barr A.R. // J. Invert. Path. 1973. V. 22. P. 242.

122. Zchori-Fein E., Gottlieb Y., Kelly S.E., Brown J.K., Wilson J.M., Karr T.L., Hunter M.S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. V. 98. P. 12555.

123. Zhou W., Rousset F., O'Neil S.L. II Proc. R. Soc. London Ser B. 1998. V. 265. P. 509.

 

Bacteria of the Genus Wolbachia are Reproductive Parasites of Arthropods

I.I. Goryacheva

Vavilov Institute of General Genetics, Russian Academy of Sciences, Moscow, Russia

The intracellular symbiotic a-proteobacterium Wolbachia pipientis is widespread among arthropods. It causes four kinds of disturbances in reproduction: cytoplasmic incompatibility, feminization, parthenogenesis and an-drocide. These distrubances are known in organisms with different systems of sex determination. Molecular mechanisms of changes in the process of the normal sexual reproduction have not been studied yet.

Рекламные ссылки